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揭秘DDX1与ATM,探索A-T奥秘 实验目的: 本实验旨在探究DDX1是否在ATM的调控下参与A-T患者成纤维细胞对氧化应激的响应。 实验设计思路: 2.1 比较研究:通过比较A-T患者成纤维细胞(ATM基因突变)和正常成纤维细胞在氧化应激条件下的表现,来评估ATM和DDX1的功能。 2.2 功能丧失研究:通过敲低(siRNA技术)DDX1和ATM,研究它们在氧化应激中的单独和联合作用。 ꌦꤥ方法: 3.1 细胞培养和氧化应激诱导: 细胞模型:使用A-T患者成纤维细胞(AT2BE和AT3BI)和正常成纤维细胞(GM38和GM10)。 氧化应激诱导:使用钠砷酸盐(arsenite)处理细胞,模拟氧化应激条件。 3.2 DDX1和ATM的敲低: 使用siRNA技术敲低DDX1和ATM,以研究它们在氧化应激中的作用。 3.3 ROS水平测量: ROS测量:使用H2DCF-DA和MitoSOX-Red荧光探针来定量细胞内ROS水平,评估氧化应激的程度。 3.4 RNA免疫沉淀(RIP): RIP实验:利用抗DDX1抗体进行RNA免疫沉淀,以捕获与DDX1结合的RNA。 qRT-PCR分析:对沉淀的RNA进行qRT-PCR分析,以确定DDX1靶标RNA。 3.5 细胞存活和死亡分析: TUNEL实验:检测细胞凋亡。 克隆形成实验:评估细胞在氧化应激后的长期存活能力。 3.6 细胞分离和RNA及蛋白水平测量: 细胞分离:分离细胞质和核提取物,以测量特定RNA和蛋白的水平。 3.7 统计分析: 使用Student’s t-test进行数据分析,以确定实验结果的统计显著性。 实验结果预期: DDX1和ATM的功能:预期在ATM缺失的细胞中,DDX1对其靶标RNA的保护作用会减弱,导致细胞在氧化应激下的存活能力下降。 氧化应激响应:预期在ATM和DDX1敲低的细胞中,ROS水平会升高,细胞死亡会增加。 ꌦ义: 通过这些实验,研究者能够揭示ATM和DDX1在A-T患者细胞中对抗氧化应激的复杂作用,以及这种作用如何影响细胞的生存和功能。这个实验设计通过多角度、多步骤的方法,全面评估了ATM和DDX1在氧化应激中的作用,为理解A-T的病理机制提供了重要的实验数据。
siRNA 转染效率不理想,背后原因是什么?
一分钟搞懂基因过表达、敲低、敲除的区别 嘿,大家好!今天咱们来聊聊基因操作里的三个常见术语:过表达、敲低和敲除。别担心,只需要一分钟,你就能搞懂它们的区别啦! 基因过表达 基因过表达,简单来说,就是把一个基因插到一个表达载体里,然后把这个载体转染到目标细胞里。这样一来,细胞就会大量表达这个基因和它编码的蛋白质。常见的载体有哺乳动物载体(用于人、小鼠等哺乳动物细胞)、原核载体(用于大肠杆菌等原核生物)和慢病毒载体(比如HIV、FIV、SIV、EIA)。构建这些载体的方法包括设计目的基因片段和载体、连接元件(用酶切或gateway连接),然后通过病毒载体、电穿孔或转染试剂导入目标细胞。 基因敲低 基因敲低呢,主要是用抑制剂来抑制基因的表达。常见的方法有RNA干扰技术(RNAi)、CRISPR-Cas9技术和gene转染技术。比如,siRNA载体通过与目标mRNA互补结合序列,特异性地实现靶向mRNA降解。而CRISPR载体则包含CRISPR靶向序列和转录抑制子。构建这些载体的步骤包括设计干扰序列、合成和克隆、转化和筛选,最后通过病毒等途径导入目标细胞。 基因敲除 ✂️ 基因敲除则是用含有已知序列的小DNA片段与受体细胞基因组中序列相同或相近的基因发生同源重组,整合到受体细胞基因组中并得到表达的一种外源DNA导入技术。常见的载体有CRISPR/Cas9载体和TALENs载体。CRISPR/Cas9载体通过Cas9核酸酶和sgRNA靶向序列精确定位并靶向基因DNA序列,然后引入双链断裂点,完成基因敲除。而TALENs载体则包含特异性核酸酶和nuclease binding domain,通过切割靶向基因DNA序列,完成敲除和编辑。构建这些载体的方法包括设计和选择靶点、载体插入、转化和验证,最后通过病毒载体、电穿孔等方法导入目标细胞。 总结 总的来说,基因过表达、敲低和敲除这三种技术在生物学研究中有着广泛的应用。了解它们的原理和构建方法,可以帮助你更好地设计和执行实验。希望这篇文章能让你在短时间内对它们有个清晰的认识!如果你有任何问题或需要进一步的解释,欢迎在评论区留言哦!
siRNA转染实验步骤及要点详解 siRNA转染步骤: 以EpFed转染试剂转染siRNA/质粒于24孔板,siRNA浓度为50nM为例。 1)储存液准备:siRNA使用前瞬时离心,用RNase-free H2O或灭菌ddH2O配制成20/L储存液,分装保存,避免反复冻融(建议不超过5次)。 2)细胞接种: 贴壁细胞:转染前24小时接种0.5 - 2㗱05个细胞,转染时细胞融合度为30 - 50%。(铺板时要将细胞消化完全混匀,避免细胞堆积生长) 悬浮细胞:转染前24小时接种0.5 - 2㗱05个细胞,转染时细胞数量应在4 - 8㗱05/孔。 3)转染步骤: A. 用25 ⵌ Opti-MEM(或不含抗生素和血清的DMEM培养基)稀释1.25 siRNA(20/L储存液)/500ng质粒,并用枪轻轻吹打3 - 5 次混匀,再加入1.0 ⵌEpFed转染试剂,用枪轻轻吹打3 - 5 次混匀,不可Vortex或离心。siRNA转染细胞的终浓度为50 nM,室温孵育20分钟。 B. 按照24孔板每孔25ⵌ转染试剂-siRNA/质粒混合物,均匀加入到24孔细胞板中,前后轻摇细胞板混合均匀。 C. 细胞板置于37℃、5% CO2培养箱中培养48-72小时。对于某些细胞对EpFed转染试剂比较敏感,可以在转染后4-6小时更换细胞培养液,转染效率无显著影响。 4)效果检测: 转染完成后48-72小时均可进行沉默/过表达效果检测,最佳检测时间与细胞类型、转染试剂、检测目的等相关。 siRNA基因沉默效率的常见测定方法和注意事项: QPCR检测:优先推荐QPCR检测RNA水平的沉默效果,推荐在24h到48h检测,可适当调整。QPCR检测沉默效果时,在设计引物时最好是将引物设计在沉默位点(靶序列)的两侧,而不是在同侧。因为RNAi引起的沉默是先进行mRNA的切割之后造成mRNA的降解。另外,即使设计在两侧,也不要离沉默位点(靶序列)太远的地方,不然可能会造成对沉默效果的低估。 WB检测:WB检测蛋白水平的沉默效果,一般在转染后48h到72h间提蛋白检测蛋白水平的沉默效果,检测时间跟目的蛋白的半衰期也有关系,具体的时间需要设计时间梯度,一般理想的是在72h最明显。
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